Notre Equipe
Christophe DUNAND
Co-responsable de l'équipe - Professeur des Universités - Université Paul Sabatier-Toulouse 3 -
christophe.dunand@univ-tlse3.fr, https://www.researchgate.net/profile/Christophe-Dunand
Elisabeth JAMET
Co-responsable de l’équipe - DR1 CNRS
elisabeth.jamet@univ-tlse3.fr, https://www.researchgate.net/profile/Elisabeth-Jamet, Curriculum vitae Elisabeth JAMET_10.2023
Vincent BURLAT
Professeur des Universités - Université Paul Sabatier-Toulouse 3
vincent.burlat@univ-tlse3.fr, https://www.researchgate.net/profile/Vincent-Burlat
Josiane CHOURRE
Adjointe technique - Université Paul Sabatier-Toulouse 3
josiane.chourre@univ-tlse3.fr
Laurent HOFFMANN
Maître de Conférences - Université Paul Sabatier-Toulouse 3
laurent.hoffmann@univ-tlse3.fr
Catherine MATHE
Maître de Conférences - Université Paul Sabatier-Toulouse 3
catherine.mathe-dehais@univ-tlse3.fr
Steven MOUSSU
Chargé de recherche CNRS
steven.moussu@univ-tlse3.fr
Philippe RANOCHA
Chargé de recherche CNRS
philippe.ranocha@univ-tlse3.fr
David ROUJOL
Ingénieur d'études - Université Paul Sabatier-Toulouse 3
david.roujol@univ-tlse3.fr
Denise ARICO
Post-doctorante -ERC Musix
denise.arico@ens-lyon.fr
Thomas BERTHELIER
Doctorant - Université Paul Sabatier-Toulouse 3
thomas.berthelier@univ-tlse3.fr
Aurélie DUPRIEZ
Doctorante - Université Paul Sabatier-Toulouse 3
aurelie.dupriez@univ-tlse3.fr
Sébastien CABANAC
Doctorant - Université Paul Sabatier-Toulouse 3
sebastien.cabanac@univ-tlse3.fr
David VERA PINARGOTE
Doctorant - Université Paul Sabatier-Toulouse 3
luis-david.vera-pinargote@univ-tlse3.fr
Mathieu HENNEUSE
Master - Université Paul Sabatier-Toulouse 3
mathieu.henneuse@univ-tlse3.fr
Anciens membres
Cécile ALBENNE (maître de conférence UPS, 2005-2016)
Maxime BAFOIL (doctorant, 2018-2020, post-doctorant 2021-2022)
Kevin BELLANDE (doctorant, 2015-2018)
Maria-Juliana CALDERAN-RODRIGUES (doctorante, Université de São Paulo, Brésil, COFECUB, 2010, 2011)
Hervé CANUT (chargé de recherche CNRS, -2023)
Bastien DAUPHIN (doctorant 2019-2022, post-doctorant 2023)
Harold DURUFLE (doctorant, 2014-2017)
Ali ELJEBBAWI (doctorant, 2018-2021)
Nizar FAWAL (doctorant, 2011-2013)
Antoine FIRMIN (doctorant, 2019-2023)
Edith FRANCOZ (doctorante/ATER, 2012-2016)
Jonathas Pereira GRACAS (doctorant, Université de São Paulo, Brésil, bourse CAPES, 2017)
May HIJAZI (doctorante, 2008-2011)
Muhammad IRSHAD (doctorant, 2005-2008)
Adélaïde JACQ (doctorante, 2013-2016)
Achraf JEMMAT (Ingénieur, Contrat IdEx, 2015-2016)
Hasan KOLKAS (doctorant 2019-2022)
Qiang LI (doctorant, 2010-2014)
Duchesse MBADINGA MBADINGA (doctorante, 2017-2020)
Huan NGUYEN-KIM (doctorant, 2011-2015)
Valérie PACQUIT (maître de conférence UPS, 2009-2020)
Artur PINSKI (doctorant, Université de Silésie à Katowice, Pologne, bourse ERASMUS+, 2020)
Sébastien VIUDES (doctorant, 2018-2021)
Rafael PONT-LEZICA (professeur émérite UPS, -2011)
Thèmes de Recherche
Longtemps décrite comme une enveloppe rigide autour des cellules végétales, la paroi cellulaire végétale est maintenant considérée comme un compartiment dynamique impliqué dans de nombreux processus physiologiques tels que le développement, la signalisation ou la défense contre des stress biotiques ou abiotiques. Elle est à la fois source et site de perception de signaux. Elle est constituée majoritairement de réseaux de polysaccharides (90% en masse), mais renferme aussi des protéines, formant un assemblage supramoléculaire complexe. Sa composition biochimique et l’agencement de ses constituants polysaccharidiques et protéiques varient tout au long de la vie de la cellule. Les protéines jouent des rôles clés dans le remaniement et la structuration de l’architecture pariétale, en modifiant les polysaccharides, générant des signaux ou en interagissant avec d’autres constituants de la paroi.
Nos travaux ont pour objectif de contribuer à la compréhension du rôle des protéines pariétales dans les processus de développement. Ceci nécessite (i) l’identification de l’ensemble des protéines pariétales dans une situation physiologique donnée, (ii) le suivi de la dynamique du protéome dans différentes conditions physiologiques, et (iii) la mise en oeuvre d’analyses fonctionnelles. Ces analyses fonctionnelles nous ont amenés à définir des microdomaines pariétaux assurant des fonctions spécifiques au cours de développement ainsi qu’à la mise en évidence de réseaux non covalents protéines/polysaccharides. Les espèces actives de l’oxygène (ROS), qui sont des acteurs clefs de nombreux processus physiologiques cellulaires, sont aussi impliquées dans la dynamique pariétale. Le contrôle par des protéines pariétales de leur production et de leur localisation est aussi un axe de recherche. Enfin, nous nous intéressons à l’évolution de familles de protéines pariétales en étudiant différents organismes de la lignée verte, depuis des organismes aquatiques ancêtres des plantes terrestres, jusqu’à des organismes apparus plus récemment au cours de l’évolution de la lignée verte.
Notre équipe a également développé des outils bioinformatiques mis à disposition de la communauté scientifique sous la forme de trois bases de données interactives et mises à jour régulièrement : Redoxibase, ProtAnnDB et WallProtDB.
- Protéomique de la paroi végétale
- Architecture pariétale
- Evolution des protéines pariétales
- Plasticité pariétale et adaptation
- Signalisation
Protéomique de la paroi végétale
Contacts : Elisabeth JAMET, Laurent HOFFMANN
Doctorants : Muhammad IRSHAD (2005-2008), Huan NGUYEN-KIM (2011-2015), Harold DURUFLE (2014-2017), Hasan KOLKAS (2019-2022)
Etudiants en Master : Leïla FEIZ (2005), Yu ZHANG (2009), Aurélie GIBOULOT (2010), Kahina MERAH (2012), Vincent HERVE (2014),
Depuis le début des années 2000, l’équipe s’est illustrée par ses travaux en protéomique pariétale et tient maintenant une place de leader dans ce domaine au niveau international. Elle a fortement contribué à l’analyse du protéome de paroi de la plante modèle Arabidopsis thaliana qui constitue le plus grand protéome pariétal décrit à ce jour, avec 975 protéines identifiées (Albenne et al. 2013). Différents matériels ont été analysés par l’équipe : suspensions cellulaires (Borderies et al. 2003), racines (Nguyen-Kim et al. 2016), rosettes (Boudart et al. 2005, Hervé et al. 2016), tiges (Duruflé et al. 2017), secrétome de plantules étiolées en milieu liquide (Charmont et al. 2005) ou encore hypocotyles de plantules étiolées (Feiz et al. 2006, Irshad et al. 2008).
La mise en place de protocoles dédiés à la purification de parois (Feiz et al. 2006) et à l’extraction des protéines de ces parois avec des solutions salines (Irshad et al. 2008) a permis d’analyser les protéomes pariétaux de différentes espèces : Brachypodium distachyon (Douché et al. 2013, 2021 ; Francin-Allami et al. 2015, 2016 ; Pinski et al. 2021), Saccharum officinarum (Calderan-Rodrigues et al. 2014, 2016, 2017 ; Fonseca et al. 2018) et Triticum aestivum (Cherkaoui et al. 2018, 2020). Ces travaux ont montré la grande diversité des protéines pariétales et des profils protéiques des différents organes des plantes, illustrant ainsi la plasticité pariétale.
Au-delà de l’identification des protéines, nous avons mis en évidence des modifications post-traductionnelles de type N-glycosylation (Ligat et al. 2011, Zhang et al. 2011), hydroxylation de prolines (Pro) en hydroxyprolines (Hyp) (Nguyen-Kim et al. 2016, Duruflé et al. 2017) ou O-glycosylation de Hyp (Hijazi et al. 2012). Ainsi, nous avons proposé un nouveau code qui permet de prédire la position des Hyp dans des séquences de protéines de la famille des protéines riches en hydroxyprolines (HRGP) (Canut et al. 2016, Duruflé et al. 2017).
La base de données ProtAnnDB a été créée pour annoter les protéines identifiées par spectrométrie de masse et bioinformatique sur la base de prédiction de localisation subcellulaires et de présence de domaines fonctionnels annotés de manière experte (San Clemente et al. 2009). Elle permet de comparer entre eux différents protéomes qui sont réunis dans la base de données WallProtDB (San Clemente et Jamet 2015). Ces travaux ont permis de séparer deux ensembles de protéines dans les protéomes pariétaux : (i) celles qui ont un peptide signal prédit, et (ii) celles qui ont en dépourvues et qui pourraient être des contaminants intra-cellulaires ou bien être sécrétées par des voies alternatives encore à clairement identifier chez les plantes (Albenne et al. 2013, Regente et al. 2017). Plus récemment, les données de spectrométrie de masse ont pu être utilisées pour comparer les extrémités N- et C-terminales des protéines pariétales déterminées expérimentalement et celles qui sont prédites par bioinformatique (Pinski et al. 2021).
Nous avons mis en place de nouveaux vecteurs pour vérifier rapidement la localisation sub-cellulaire rapide des protéines d’intérêt identifiées dans des protéomes pariétaux en les fusionnant avec des protéines fluorescentes stables au pH acide des parois telles que la TagRFP ou la TagBFP (Albenne et al. 2014 ; Berthold, Roujol et al. 2019 ; Roujol et al. 2020 ; Pinski et al. 2021).
Nos études se poursuivent à travers l’étude de protéomes pariétaux de plantes ancestrales de la lignée verte ou à des collaborations pour des études de protéomes pariétaux d’autres espèces végétales. Ceci nous permettra d’étudier l’évolution du protéome pariétal. Nous sommes également impliqué dans le projet ANR STRESS-PEPT intéressé à l’étude du rôle de peptides pariétaux au cours des interactions plante-pathogènes.
Collaborations :
– Mathilde FRANCIN-ALLAMI, Fabienne GUILLON, Colette LARRE, Mehdi CHERKAOUI, Biopolymères Interactions Assemblages, INRAE Nantes.
– Catherine RAYON, Karine PAGEAU, Maïté LESCHEVIN, Biologie des Plantes et Innovation, Université Picardie-Jules Verne, Amiens.
– Sébastien AUBOURG, Jean-Pierre RENOU, Philippe GRAPPIN, Institut de Recherche en Horticulture et Semences, INRAE Angers), Coordination ANR STRESS-PEPT.
– Michel ZIVY, Thierry BALLIAU, Plateforme d’analyse protéomique Paris Sud-Ouest, Le Moulon.
– Carlos LABATE, Maria-Juliana CALDERAN-RODRIGUES, Laboratório Max Feffer de Genética de Plantas, Escola Superior de Agricultura « Luiz de Queiroz », Université de São Paulo, Piracicaba, Brésil.
– Laura de la CANAL, Instituto de Investigaciones Biológicas, Universidad Nacional de Mar del Plata, Argentine.
– Alexander BETEKHTIN, Artur PINSKI, Faculty of Natural Sciences, Université de Silésie à Katowice, Pologne.
– Steven FRY, Université d’Edimbourg, Royaume-Uni.
1. Dynamique des microdomaines pariétaux au cours du développement et de la germination de la graine d’Arabidopsis thaliana
Contact : Vincent BURLAT, Christophe DUNAND, Philippe RANOCHA
Doctorants : Edith FRANCOZ (2012-2015), Sébastien VIUDES (2018-2021), Bastien DAUPHIN (2019-2022)
Les parois cellulaires végétales sont des structures hautement dynamiques qui sont constamment remodelées au cours du développement des plantes. Nous sommes particulièrement intéressés par les échafaudages moléculaires permettant des événements de relâchement ou de renforcement des microdomaines de la paroi cellulaire nécessaires à la bonne mise en place de l’architecture cellulaire et donc au développement des plantes. Nous utilisons principalement deux modèles cellulaires chez Arabidopsis thaliana pour aborder cette question : (i) les cellules sécrétrices de mucilage des graines (Francoz et al. 2015, 2019) et (ii) l’endosperme micropylaire des graines (Jemmat et al. 2020). Les principaux acteurs moléculaires auxquels nous nous intéressons sont les peroxydases de classe III (CIII-Prx) qui sont capables soit de relâcher soit de rigidifier les microdomaines de la paroi cellulaire en fonction de l’isoforme considérée au sein des 73 membres de la famille multigénique (Francoz et al. 2015). Suite à une étape de criblage par hybridation d’ARN in situ des profils d’expression spatiotemporels des gènes CIII Prx au cours du développement des graines d’A. thaliana (Francoz et al. 2016) et de leur germination (Jemmat et al. 2020), nous avons identifié des gènes candidats pour réaliser des études fonctionnelles. Nous avons étudié de manière approfondie le mécanisme moléculaire permettant de positionner la CIII Prx PRX36 sur un microdomaine de la paroi cellulaire des cellules sécrétrices du mucilage pendant le développement de la graine. Grâce à une étude intégrée de génétique, biologie cellulaire et modélisation moléculaire, nous avons découvert (i) la présence au sein de ce microdomaine pariétal d’un motif d’homogalacturonane partiellement déméthylestérifié contrôlé par le PECTINE METHYLESTERASE INHIBITOR 6 (PMEI6), qui constitue (ii) une plateforme d’ancrage moléculaire pour PRX36, permettant (iii) son action de relâchement hautement polarisée nécessaire à une bonne libération du mucilage (Francoz et al. 2019).
Nous poursuivons actuellement l’étude de ce concept d’échafaudages moléculaires permettant l’ancrage des CIII-Prx sur des codes-barres d’homogalacturonanes dans le cadre du projet de recherche collaborative MicroWall financé par l’ANR que nous coordonnons.
Collaborations:
Jérôme PELLOUX, Biologie des Plantes et Innovation, Université Picardie-Jules Verne, Amiens, Partenaire ANR MicroWall.
Marie-Christine RALET, Biopolymères Interactions Assemblages, INRAE, Nantes, Partenaire ANR MicroWall.
2. Architecture supra-moléculaire dans les parois végétales : mise en évidence de réseaux non covalents
Contact : Elisabeth JAMET
Doctorants : Muhammad IRSHAD (2005-2008), May HIJAZI (2008-2011), Huan NGUYEN-KIM (2011-2015), Hasan KOLKAS (2019-2022)
Au cours de la croissance, les parois des cellules végétales doivent être remaniées fortement pour accompagner l’augmentation de volume de la cellule. Un intérêt particulier a été porté à la protéine AGP31 (ArabinoGalactan Protein 31) d’Arabidopsis thaliana, codée par At1g28290, qui a été identifiée en abondance dans les parois des hypocotyles étiolés, dont les cellules subissent une élongation rapide et importante (Irshad et al. 2008). AGP31 comporte un peptide signal en N-terminal, un domaine AGP, une région riche en His, un domaine central riche en Pro, ainsi qu’un domaine C-terminal appelé PAC (Proline-rich protein, Arabinogalactan protein, conserved Cys). La combinaison de différentes approches de spectrométrie de masse et de biochimie a permis de révéler la présence de résidus hydroxyproline (Hyp) et de O-glycanes riches en galactose et arabinose au niveau du domaine riche en Pro (Hijazi et al. 2012). AGP31 a été trouvée sous plusieurs glycoformes différant par le type et la taille des O-glycanes et/ou la longueur de la chaîne polypeptidique. Par ailleurs, des tests in vitro ont montré des interactions entre le domaine PAC d’AGP31 et des galactanes présents sur les rhamnogalacturonanes de type I (RG I) des pectines (Hijazi et al. 2014). Il a également été montré qu’AGP31 pouvait interagir avec elle-même, probablement via les O-glycanes de son domaine riche en Pro et son domaine PAC. Enfin, une remarquable affinité entre les O-glycanes du domaine riche en Pro et une lectine de cacahuète (PNA, PeaNut Agglutinin) a été mise en évidence, indiquant de possibles interactions avec des lectines pariétales (Hijazi et al. 2012).
L’ensemble des données obtenues a permis de proposer un modèle d’interactions non covalentes plaçant AGP31 au cœur d’un assemblage supramoléculaire complexe, suggérant un rôle structural pour cette protéine atypique. Ces résultats apportent des éléments nouveaux sur l’architecture de la paroi et mettent en lumière le rôle central des O-glycoprotéines dans son organisation (Hijazi et al. 2014).
Le rôle du domaine PAC dans ces assemblages protéines/polysaccharides nous a conduits à le rechercher dans d’autres protéines d’A. thaliana, puis dans d’autres plantes. C’est ainsi que nous avons montré que ce domaine est fortement conservé dans la lignée verte avec un nombre réduit de protéines à domaine PAC dans des organismes ancestraux tels que Marchantia polymorpha (Nguyen-Kim et al. 2020).
Les travaux actuels visent à comprendre l’évolution du domaine PAC, d’un point de vue à la fois structural et fonctionnel.
Collaboration : Gabriele GADERMAIER, Josef LAIMER, Peter LACKNER, Université de Salzbourg, Autriche.
1. Répertoire de gènes dédiés à la régulation des espèces réactives d’oxygène (ROS) : la RedoxiBase
Contacts : Catherine MATHÉ, Christophe DUNAND, Bruno SAVELLI
Doctorants : Qiang LI (2011-2015), Nizar FAWAL (2012-2015)
La Redoxibase centralise des séquences codant pour des oxydo-réductases de tous les organismes vivants. L’annotation manuelle et la correction de séquences déjà annotées sont nos préoccupations majeures, mais aussi une garantie de qualité. Cependant, avec le nombre croissant d’organismes et de séquences disponibles, la RedoxiBase évolue régulièrement pour rester compétitive et attractive (Savelli et al. 2019).
Le projet a pour objectifs : (i) de mettre en place des pipelines afin d’accélérer l’intégration de nouvelles oxydo-réductases, en vérifiant et corrigeant automatiquement les peroxydases annotées lors des nombreux projets de séquençage génomique. Pour cela, les séquences sont soumises à nos profils famille-spécifiques et comparées en terme de structure exon/intron aux séquences de la base ; (ii) de développer de nouveaux outils mis à disposition via l’interface de la RedoxiBase afin de faciliter l’analyse comparative intra-espèces et inter-espèces : visualisation des polymorphismes, outils de cartographie ou de navigation sur les génomes (e.g. MapChart, GBrowse), identification et représentation des relations d’orthologie, paralogie (e.g. SyMap, Circos).
2. Recherche de peroxydases de classe III (CIII Prx) et Etude de leur évolution dans la lignée verte
Contacts : Catherine MATHÉ, Christophe DUNAND
Doctorante : Duchesse MBADINGA MBADINGA (2017-2020)
Les peroxydases catalysent des réactions redox impliquant du peroxyde d’hydrogène et différents substrats. Elles sont présentes dans tous les règnes et forment généralement des familles multigéniques de tailles variables (2 à 138 isoformes). La superfamille des peroxydases non-animales contient trois classes de protéines (I, II et III, CI, CII et CIII Prx, respectivement) ayant des structures tertiaires très proches et partageant probablement un ancêtre commun. Les CI et CIII Prx sont trouvées chez les plantes (Mbadinga Mbadinga et al. 2020). Elles jouent des rôles fondamentaux dans différents processus physiologiques tels que la formation de la paroi, la détoxification des espèces réactives d’oxygène (ROS) ou la défense contre les pathogènes (Cosio et al. 2009). Les gènes codant les CI et CIII Prx présentent un grand degré de duplication chez les plantes.
Les principaux objectifs du projet sont les suivants : (i) obtenir une image précise de la distribution des CIII Prx chez les Charaphyceae ; (ii) reconstruire des séquences ancestrales au niveau des principaux noeuds taxonomiques.
Plasticité pariétale et adaptation
Contacts : Christophe DUNAND, Vincent BURLAT, Philippe RANOCHA
Doctorants : Ali ELJEBBAWI (2018-2021), Sébastien VIUDES (2018-2021)
Chez A. thaliana, les 73 peroxydases de classes III (CIII Prx) présentent des profils d’expression spécifiques (Francoz et al. 2015). Des études récentes tendent à montrer que la localisation fine de peroxydases individuelles pourrait conduire à une rencontre spécifique « enzyme-substrat » permettant une action contrôlée au niveau de micro-domaines pariétaux. Cette action peut ensuite conceptuellement impliquer un rôle de relâchement pariétal ou de renforcement pariétal.
Les processus développementaux conduisant à la formation de la graine et à sa germination ont été choisis pour étudier le rôle des CIII Prx. Chez A. thaliana, les cellules de la couche épidermique la plus externe de la graine (cellules sécrétrices de mucilage, MSC) synthétisent une paroi interne en forme de volcan et produisent un abondant mucilage polysaccharidique comprimé. La quantité, la forme et la composition du mucilage sont très variables au sein des Brassicaceae.
La rupture des téguments de la graine (testa et endosperme micropylaire) est critique pour la germination en permettant l’émergence de la radicule. Par ailleurs, nous avons montré que la production de ROS est nécessaire à la germination, et que les CIII Prx pourraient être impliquées dans l’homéostasie des ROS.
Le projet a pour objectifs : (i) de mieux comprendre l’évolution de la mise en place des MSC, la production du mucilage et des mécanismes d’extrusion au sein des Brassicaceae, et (ii) d’analyser plusieurs candidats CIII Prx pouvant être impliqués dans le contrôle de la rupture de l’endosperme micropylaire.
1. Homéostasie des ROS durant le développement racinaire
Contacts : Christophe DUNAND, Philippe RANOCHA
Doctorant : Ali ELJEBBAWI (2018-2021)
Les espèces actives de l’oxygène (ROS), bien connues pour leurs effets délétères au cours des réponses de stress et de défense, peuvent aussi avoir un rôle de signalisation. Le contrôle de l’homéostasie des ROS au cours des processus biologiques tel que le développement racinaire est primordial. Cela inclut l’élongation cellulaire, le développement des poils absorbants et l’apparition des racinaires secondaires. Trois facteurs de transcription contrôlant chacun l’expression d’une peroxydase distincte, dont la fonction biologique générale consiste à contrôler l’homéostasie des ROS ont été étudiés chez Arabidopsis thaliana (Eljabbawi et al. 2021).
Le projet a pour objectifs : (i) l’analyse fonctionnelle de trois peroxydases de classe III (CIII Prx) d’A. thaliana au cours du développement des poils absorbants dans des conditions de croissance contrastées ; (ii) l’identification de nouveaux acteurs liés au contrôle de l’architecture racinaire et à l’homéostasie des ROS en réponse à des conditions de croissance contrastées, telles que les stress thermiques et salins et leurs effets combinés. Pour cela le génome nucléaire de plusieurs individus provenant de différentes populations d’A. thaliana est séquencé et l’analyse phénotypique haut débit sur le système racinaire de chaque écotype cultivé dans trois conditions de températures (16°C, 22°C, 28°C) et deux conditions salines (0 mM et 50 mM NaCl) est effectuée.
Collaboration : José Manuel ESTEVEZ, Fundación Instituto Leloir, Buenos Aires, Argentine.
2. Récepteurs lectine-kinases et Perception de modifications de l’intégrité pariétale
Contact : Hervé CANUT
Doctorants : Anne GOUGET (2002-2006), Kevin BELLANDE (2016-2019)
Notre équipe s’intéresse à la communication entre les parois et le cytoplasme des cellules des plantes. Il s’agit de contribuer à la compréhension des fonctions des lectines chez la plante modèle Arabidopsis thaliana.
Les lectines sont des protéines présentes dans tous le règne vivant. Elles sont capables de se lier à des mono ou des oligosaccharides de manière réversible et de décoder l’information contenue dans ces structures complexes. Ces molécules, pour la plupart originaire des plantes, trouvent de multiples applications en sciences biologiques et en médecine. depuis l’application initiale pour le typage sanguin, des découvertes récentes ont permis de montrer leur rôle, souvent bénéfique, sur le développement des tumeurs et en thérapie anti-cancéreuse. De même, les lectines sont fondamentales pour la vie des plantes et jouent des rôles importants dans la communication inter-cellulaire, le développement et les stratégies naturelles de défense.
Les parois cellulaires végétales sont des structures complexes contenant de la cellulose, des hémicelluloses, des pectines et des protéines secrétées par les cellules, créant ainsi une structure extracellulaire assurant la cohésion tissulaire. Ces parois sont dynamiques et sources de signaux chimiques ou mécaniques. Chez A. thaliana, les lectines sont présentes dans les parois, à la fois sous forme de protéines solubles faiblement liées aux parois (Lec), et sous forme chimérique localisées à la membrane plasmique : il s’agit alors de domaines extracelllulaires de lectine récepteurs kinases (LecRK) (Bellande et al. 2017).
Nous avons montré que, chez A. thaliana, les contacts membrane plasmique-parois [1-flèche blanche] sont établis par des interactions protéine-protéine impliquant la reconnaissance du motif Arg-Gly-Asp (RGD). LecRK-I.9 (At5g60300) est l’un des candidats pour être un lien entre membrane plasmique et paroi (Gouget et al. 2006). Il appartient à la famille des lectines de type légumineuse [2]. Nous avons montré que la résistance à Pseudomonas syringae pv tomate (Pst), une bactérie pathogène et à Phytophthora infestans, un oomycète, est affectée chez un mutant lecrk-I.9 (Bouwmeester et al. 2011, Balagué et al. 2016).
Par ailleurs, notre analyse du protéome pariétal de cellules en élongation a révélé la présence de plusieurs lectines (Irshad et al. 2008). Des analyses phylogéniques ont montré que les protéines de type Lec et LecRK sont très proches et forment un cluster (Bellande et al. 2017). Enfin, des constructions « promoteur LecRK-I.9-GUS » ont montré que l’activité du promoteur de LecRK-I.9 est maximale dans les apex des racines principales et qu’elle est absente des primordia des racines latérales [3].
Le but de ce projet est de comprendre le rôle des protéines Lec/LecRK chez A. thaliana. Une combinaison d’approches de biochimie et de génomique fonctionnelle est mise en œuvre pour identifier des ligands extracellulaires de ces protéines. Nous supposons que les Lec/LecRK sont impliquées dans la détection de pathogènes, mais aussi dans l’assemblage et le remodelage des polysaccharides pariétaux. En particulier, les Lec/LecRK pourraient agir comme des senseurs de l’intégrité pariétale.
ANR WALLARRAY (2009)
ANR WALLARRAY2 (2011-2014)
Collaborations :
– Francine GOVERS, Laboratory of Phytopathology, Université de Wageningen, Pays Bas.
– Olivier HAMANT, Laboratoire de Reproduction et Développement des plantes, Lyon. Projet ERC MUSIX (2021-2025).
L’équipe a organisé :
- Les Journées du Réseau Français des Parois en 2008.
- La Journée annuelle du Protéome Vert en 2011.
- L’Ecole d’Été mixOmics dans le cadre du COST FA1306 The quest for tolerant varieties : phenotyping at plant and cellular level en 2016.
Elisabeth JAMET a été co-éditeur invité avec Els VAN DAMME, Nausicaa LANNOO et Cécile ALBENNE d’un e-book portant sur Plant Glycobiology – A sweet world of lectins, glycoproteins, glycolipids and glycans dans le cadre des Research Topics de Frontiers in Plant Science (2015) et co-éditeur invité d’un numéro spécial de Proteomes intitulé Plant Proteomics 2017 avec Véronique SANTONI. Elle a aussi été co-éditeur invité (i) avec Christophe DUNAND du Numéro Spécial de International Journal of Molecular Sciences intitulé Plant cell wall proteins and Development (ii) avec C DUNAND et Zoë POPPER d’un Special Topic de Frontiers in Plant Science portant sur Co-evolution of plant cell wall polymers et avec C DUNAND d’un Numéro Spécial de Cells intitulé Research on Plant cell Wall Biology.
C DUNAND est éditeur invité d’une Topical Collection dans International Journal of Molecular Sciences intitulée The plant cell walls and their impact on plant physiology. C DUNAND est également co-éditeur avec Steven MOUSSU d’un Numéro Spécial de International Journal of Molecular Sciences intitulé ROS in plant cell polar growth. Ces numéros spéciaux sont actuellement ouverts à la soumission de manuscrits.
Publications
2024
2023
Arico DS, Dickmann JEM, Hamant O, Canut H (2023) The plasma membrane – cell wall nexus in plant cells: focus on the Hechtian structure. Cell Surf 10: 100115 (lire)
Badruna L, Burlat V, Montanier CY (2023) CBMs as probes to explore plant cell wall heterogeneity using immunocytochemistry. Methods Mol Biol 2657:163-179 (lire)
Burlat, V, Papon N, Courdavault V (2023) Medicinal plants enter the single-cell multi-omics era. Trends Plant Sci 28: 1205-1207 (lire)
Jamet E, Esquerré-Tugayé M-T, Gallardo-Guerrero K, Rolland N, Zivy M, Blein-Nicolas, Vincent D, Gontero B, Rajjou L (2023) Obituary: Dominique Job (1947-2022). Front Plant Sci 14: 1188766 (lire)
Kolkas H, Burlat V, Jamet E (2023) Immunochemical identification of the main cell wall polysaccharides of the early land plant Marchantia polymorpha. Cells 12: 1833 (lire)
Moussu S, Ingram G (2023) The EXTENSIN enigma. Cell Surf 9: 10094 (lire)
2022
An Arabidopsis thaliana arabinogalactan-protein (AGP31) and several cationic AGP fragments catalyse the boron bridging of rhamnogalacturonan-II. Biochem J 479: 1967-1984 (lire)
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Thèses
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Hasan KOLKAS (2019-2022). Université Paul Sabatier-Toulouse 3. Les protéines pariétales à domaine PAC dans la lignée verte : Rôle dans l’architecture des parois cellulaires.
Ali ELJEBBAWI (2018-2021). Université Paul Sabatier-Toulouse 3. Arabidopsis thaliana : un modèle pour étudier les adaptations thermique et saline des plantes dans les Pyrénées. (lire)
Sébastien VIUDES (2018-2021). Université Paul Sabatier-Toulouse 3. Variabilité naturelle des mucilages des graines de Brassicaceae : étude comparative inter et intra espèces. (lire)
Maxime BAFOIL (2018-2020). Université Paul Sabatier-Toulouse 3. Stimulation de la germination des graines et de leur croissance par plasmas froids à la pression atmosphérique. (lire)
Duchesse Lacours MBADINGA MBADINGA (2017-2020). Université Paul Sabatier-Toulouse 3. Evolution de la cutine chez les plantes et son rôle durant la terrestrialisation.
Kevin BELLANDE (2015-2018). Université Paul Sabatier-Toulouse 3. Etude fonctionnelle d’un récepteur lectine kinase, LecRK-I.9 : un contrôle de la dynamique des parois chez Arabidopsis thaliana.
Harold DURUFLE (2014-2017). Université Paul Sabatier-Toulouse 3. Production et traitement de données « omics » hétérogènes en vue de l’étude de la plasticité de la paroi chez des écotypes pyrénéens de la plante modèle Arabidopsis thaliana. (lire)
Prix de thèse Henri Gaussen de l’Académie des Sciences Inscriptions et Belles lettres de Toulouse (2018)
Adélaïde JACQ (2013-2016). Université Paul Sabatier-Toulouse 3. Caractérisation fonctionnelle d’AtLTP2, une protéine de transfert de lipides impliquée dans le contrôle de l’intégrité de la cuticule chez Arabidopsis thaliana. (lire)
Edith FRANCOZ (2012-2015). Université Paul Sabatier, Toulouse 3. Rôle de la famille multigénique des peroxydases pariétales de classe III dans le développement et la dynamique des parois cellulaires végétales. (lire)
Prix de thèse Henri Gaussen de l’Académie des Sciences Inscriptions et Belles lettres de Toulouse (2016) (lire)
Huan NGUYEN-KIM (2011-2015). Université Paul Sabatier-Toulouse 3. Recherche de la fonction de protéines riches en hydroxyproline dans les parois végétales. (lire)
Qiang LI (2011-2014). Université Paul Sabatier-Toulouse 3. Global evolutionary analysis of CIII peroxidases in the green lineage. (lire)
Nizar FAWAL (2010-2013). Université Paul Sabatier-Toulouse 3. Automatic annotation of multigene families, the case of peroxidases.(lire)
May HIJAZI (2008-2011). Université Paul Sabatier-Toulouse 3. Caractérisation structurale et fonctionnelle d’AGP31, une glycoprotéine atypique de la paroi chez Arabidopsis thaliana. (lire)
Muhammad IRSHAD (2005-2008). Université Paul Sabatier-Toulouse 3. Dynamique des protéines pariétales au cours de l’élongation cellulaire dans des hypocotyles étiolés d’Arabidopsis thaliana : approches protéomique et transcriptomique. (lire)
Anne GOUGET (2003-2006). Université Paul Sabatier-Toulouse 3. Etude fonctionnelle d’un récepteur lectine kinase (LecRK79), potentiel partenaire dans les contacts paroi-plasmalemme chez Arabidopsis thaliana. (lire)
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